Ácido ribonucleico

O ácido ribonucleico ou ARN (RNA nas súas siglas en inglés) é un tipo de ácido nucleico, unha molécula polimérica lineal formada por unidades menores chamadas nucleótidos. Intervén en varias funcións biolóxicas importantes como a codificación xenética, e a descodificación durante a tradución de proteínas, regulación e expresión dos xenes. É unha das macromoléculas esenciais para a vida, xunto co ADN, as proteínas, os lípidos e os carbohidratos. Igual que o ADN, o ARN está formado por unha cadea de nucleótidos, pero a diferenza do ADN, que forma unha dobre hélice bicatenaria, a maioría dos ARNs son monocatenarios, aínda que se poden pregar sobre si mesmos. Os organismos celulares usan o ARN mensaxeiro (ARNm) para levar ao ribosoma a información xenética (utilizando a secuencia das bases G, A, U, e C que significan guanina, adenina, uracilo e citosina), onde dirixirá a síntese de proteínas específicas. A base uracilo é característica do ARN (o ADN no seu lugar ten timina). Os nucleótidos do ARN levan o azucre ribosa, o que lle dá o seu nome (ribosa > ribonucleico), a diferenza do ADN que leva desoxirribosa. O ARN transcríbese a partir do ADN pola acción de encimas chamados ARN polimerases.

Un bucle en forquita formado por unha molécula (monocatenaria) de pre-ARNm dobrada sobre si mesma. Están salientadas as nucleobases (verdes) e a cadea ribosa-fosfato (azul).

Bases dunha molécula de ARN.

Algunhas moléculas de ARN teñen un papel moi activo nas células, xa que poden catalizar reaccións biolóxicas, controlar a expresión xénica, ou percibir e comunicar respostas a sinais celulares. Un destes activos procesos é a síntese de proteínas, unha función universal fundamental na que interveñen varios tipos de ARN: o ARNm leva a información de como ten que ser a secuencia da proteína, o ARNt leva os aminoácidos necesarios, e o ARNr é parte constituínte do orgánulo onde se realiza a síntese, o ribosoma, e ten unha actividade catalítica que une os aminoácidos entre si. Os ribozimas son ARNs con función encimática. Moitos virus codifican a súa información xenética nun xenoma de ARN.

Comparación co ADN

Representación tridimensional da subunidade ribosómica de 50S. O ARN está representado en ocre, as proteínas en azul. O sitio activo está no medio (en vermello).

A estrutura química do ARN é moi similar á do ADN, pero diferénciase en cinco puntos principais:

• Número de cadeas. A diferenza do ADN, que normalmente é bicatenario, o ARN normalmente é monocatenario na maioría das súas funcións biolóxicas. Porén, o ARN pode, por apareamento de bases complementarias, formar dobres hélices nunha mesma febra, como no ARNt. Hai tamén algúns ARN bicatenarios (en virus).
• Lonxitude. O ARN é unha molécula máis curta: de decenas (ARNt) a miles de pares de bases (ARNm), mentres que o ADN nuclear ten millóns.
• Azucre. En vez do azucre desoxirribosa que ten o ADN, o ARN contén ribosa, a cal ten un grupo OH unido ao carbono 2', que non existe na desoxirribosa. O grupo 2'-hidroxilo da ribosa fai que o ARN sexa menos estable que o ADN porque é máis proclive á hidrólise.

O grupo 2′-OH fai ao ARN máis sensible á hidrólise alcalina. A presenza de dous oxíxenos en cis nas posicións 2′ e 3′ fai posible a ciclación do fosfato nas posicións 2′ e 3′ cando se perde o protón do 2′-OH.^[1]

• Bases. O ADN ten a base nitroxenada timina, que é a complementaria da adenina, pero o ARN non ten timina senón uracilo, que funciona como base complementaria da adenina. O uracilo é unha forma non metilada da timina.^[2] A síntese de uracilo é menos custosa enerxeticamente para os organismos vivos que a timina, xa que necesita unha etapa de síntese menos, que é a metilación pola timidilato sintase. A presenza de timina no ADN permite que a célula detecte as lesións espontáneas da citosina, que é sensible á oxidación. A desaminación espontánea da citosina en presenza de oxíxeno converte esta última en uracilo. A presenza de U no ADN é anormal, porque nel a base complementaria de A é T. Grazas a esta distinción entre a timina e o uracilo por medio do grupo metilo, o sistema de reparación por escisión de base pode detectar e corrixir o defecto no ADN. No ARN a desaminación das citosinas produce uracilos e non é reparada. O ARN ten unha duración moito máis curta que o ADN, xa que é degradado como media en 1 minuto e reciclado.

O uracilo é a base nitroxenada característica do ARN.

• Estrutura. O ARN non ten a estrutura en dobre hélice do ADN. Igual que o ADN, a maioría dos ARNs bioloxicamente activos, como o ARNm, ARNt, ARNr, ARN nuclear pequeno, e outros ARNs non codificantes, conteñen secuencias autocomplementarias que permiten que partes dunha mesma molécula de ARN se preguen^[3] e se apareen entre elas para formar tramos de dobre hélice. As análises destes ARNs revelaron que están moi estruturados. A diferenza do ADN, as súas estruturas non consisten en longas dobres hélices, senón en conxuntos de hélices curtas empaquetadas xuntas en estruturas que lembran ás das proteínas. Desta maneira o ARN pode conseguir realizar catálises químicas, similares ás dos encimas proteicos.^[4] Por exemplo, a determinación da estrutura do ribosoma, un complexo con actividades encimáticas que cataliza a formación de enlaces peptídicos, revelou que o seu sitio activo está composto enteiramente por ARN, a pesar de que no ribosoma hai tamén moitas proteínas asociadas.^[5]

Compoñentes químicos

Os pares de bases de Watson e Crick do ARN interferente pequeno (non se mostran os átomos de hidróxeno).

Cada nucleótido do ARN contén un azucre ribosa, no que os carbonos se numeran do 1' ao 5', unha base unida á posición 1', en xeral, adenina (A), citosina (C), guanina (G), ou uracilo (U) (ás veces aparecen bases especiais), e un fosfato. A adenina e a guanina son purinas, e a citosina e o uracilo son pirimidinas. Complétase o ribonucleótido cun grupo fosfato unido á psoición 3' dunha ribosa e á posición 5' da seguinte, establecendo un enlace fosfodiéster. Os grupos fosfato teñen unha carga negativa a pH fisiolóxico, facendo que o ARN sexa unha molécula cargada (polianión). As bases forman enlaces de hidróxeno entre as bases enfrontadas citosina e guanina, e entre a adenina e o uracilo, e ás veces o apareamento cambaleante entre a guanina e o uracilo.^[6] Porén, son posibles outras interaccións, como que un grupo de bases adeninas se unan entre si nunha protuberancia,^[7] ou o tetrabucle GNRA, que ten o apareamento guanina–adenina.^[6]

Estrutura química do ARN.

Unha importante característica estrutural do ARN que o distingue do ADN é a presenza dun grupo hidroxilo na posición 2' do azucre ribosa. A presenza deste grupo funcional causa que a hélice adopte a xeometría da forma A en vez da da forma B, que é a que normalmente se observa no ADN.^[8] Isto orixina a formación dun suco maior moi profundo e estreito e un suco menor largo e pouco profundo.^[9] Unha segunda consecuencia da presenza do grupo 2'-hidroxilo é que en rexións flexibles conformacionalmente dunha molécula de ARN (é dicir, non implicadas na formación da dobre hélice), este pode atacar quimicamente o enlace fosfodiéster adxacente e cortar a molécula.^[10]

Estrutura secundaria dun ARN de telomerase.

Para transcribir o ARN utilízanse só catro bases (adenina, citosina, guanina e uracilo),^[11] pero estas bases e os azucres unidos a elas poden ser modificados de numerosas maneiras durante a maduración dos ARNs. A pseudouridina (Ψ), na cal o enlace entre o uracilo e a ribosa cambia dun enlace C–N a un enlace C–C, e a ribotimidina (T, unha timina unida a ribosa) poden encontrarse en varios sitios nos ARNs (o máis notable é o bucle TΨC dos ARNts).^[12] Outra base modificada importante é a hipoxantina, que é unha adenina desaminada cuxo nucleósido se chama inosina (I). A inosina xoga un papel clave na hipótese do cambaleo do código xenético.^[13]

Hai máis de 100 nucleósidos modificados que aparecen na natureza,^[14] A maior diversidade estrutural de modificacións atópase no ARNt,^[15] mentres que a pseudouridina e os nucleósidos con 2'-O-metilribosa están a miúdo presentes no ARNr.^[16] As funcións específicas de moitas destas modificacións do ARN non se comprenden totalmente. Con todo, é importante que, no ARN ribosómico, moitas das modificacións postranscricionais ocorren en rexións altamente funcionais, como no centro da peptidil transferase e a interface entre as subunidades, o que implica que son importantes para o funcionamento normal.^[17]

Estereoquímica

Conformación C2′-endo, observada nas hélices de tipo B do ADN.

Conformación C3′-endo, observada nas hélices de tipo A do ARN.

A presenza do OH no carbono 2' da ribosa orixina diferenzas estereoquímics con respecto ao ARN. Poden formarse dous confórmeros principais do azucre, chamados C2′-endo e C3′-endo. No ARN, ao levar un átomo de oxíxeno no carbono 2', a posición privilexiada é a 3'-endo,^[18], o que modifica profundamente a estrutura das dobres hélices entre febras de ARN nos casos en que estas se forman. Estes dúplex de ARN forman unha hélice de tipo A, diferente da observada normalmente no ADN, que é de tipo B, na que a desoxirribosa está en conformación C2′-endo^[19].

O enantiómero que aparece na natureza do ARN é o D-ARN composto de D-ribonucleótidos. Todos os centros quirais están localizados na D-ribosa. Non obstante, pode sintetizarse L-ARN utilizando L-ribosa ou máis ben L-ribonucleótidos. O L-ARN é moito máis estable ante a degradación por RNase.^[20]

Estrutura

Estrutura secundaria

Estrutura "en forquita", ou talo-bucle, formada por unha secuencia palindrómica no ARN.

A estrutura secundaria dun ARN é a descrición do conxunto de apareamentos de bases internos dentro dunha mesma molécula monocatenaria de ARN.^[21]. Este conxunto de apareamentos inducido por unha topoloxía particular, está composto de rexións en hélice (talos) e rexións non apareadas (bucles). Por extensión, a estrutura secundaria comprende tamén a descrición desta topoloxía.

A formación de estruturas secundarias nun ARN monocatenario orixínase pola existencia de rexións que conteñen secuencias palindrómicas, que poden aparearse para formar localmente unha estrutura en dobre hélice. Por exemplo, se o ARN contén as dúas secuencias seguintes : --GUGCCACG------CGUGGCAC--, estas forman unha secuencia palindrómica, porque os nucleótidos do segundo segmento son complementarios dos do primeiro, despois da inversión do seu sentido de lectura ; estes dous segmentos poden entón aparearse de maneira antiparalela para formar unha rexión localmente en dúplex. A rexión entre os dous segmentos forma un bucle que une as dúas febras apareadas, e a zona apareada forma un talo. Fálase entón de estrutura en forquita ou en talo-bucle.

Topoloxía das diferentes estruturas secundarias que se poden atopar no ARN.

Nos ARNs de maior lonxitude, poden existir estruturas máis complexas que se orixinan polo apareamento de varaias rexións complementarias ou secuencias palindrómicas. En función do xeito no que son "encaixadas" estas diferentes rexións, obtéñense elementos topolóxicos variados, con talos de rexións apareadas e diversos tipos de bucles, como son:^[22]

• bucles terminais, situados no extremo dun talo ;
• bucles internos, que conectan dous talos ;
• bucles múltiples, que conectan tres talos ou máis e constitúen os puntos de ramificación da estrutura ;
• protuberancias ou bucles laterais, que están situados sobre unha soa das febras da hélice. A continuidade da hélice en xeral non está afectada e as bases quedan colocadas unha enriba da outra de maneira coaxial, a un lado e outro da protuberancia.

Non sempre existe unha estrutura estable única para unha secuencia dada e ocorre que certos ARN poden adoptar varias conformacións alternativas en función da unión dun ligando (proteico ou pequena molécula) ou das condicións físico-químicas (forza iónica, pH). En xeral pódese seguir a evolución da formación ou a "fusión" (separación das febras) da estrutura secundaria dun ARN por medicións espectroscópicas. Por exemplo, a absorción ultravioleta das bases do ARN é maior no estado "fundido" que en dobre hélice (hipercromatismo).^[23]

Estrutura terciaria

O ARNt é un ARN cunha estrutura complexa.

A forma funcional das moléculas de ARN monocatenario, igual que ocorre coas proteínas, con frecuencia require que adopten unha estrutura terciaria específica. O armazón para esta estrutura proporciónano elementos da estrutura secundaria que son os enlaces de hidróxeno dentro da molécula. Isto orixina varios "dominios" estruturais recoñecibles de estrutura secundaria como bucles en forquita, protuberancias, e bucles internos.^[24] Como o ARN é unha molécula cargada, son necesarios ións metálicos como o Mg²⁺ para estabilizar moitas estruturas secundarias e terciarias.^[25]

Os apareamentos canónicos ou non canónicos poden intervir entre rexións distantes da estrutura secundaria, localizadas a miúdo nos bucles, o que permite estabilizar un pregsamento compacto da estrutura. Ademais dos apareamentos de Watson e Crick canónicos, poden atoparse tamén apareamentos de Hoogsteen^[26] e outros.^[27].

Entre as interaccións non canónicas a gran distancia están:

• pseudonós, estruturas formadas pola interacción dun bucle cunha rexión situada no exterior do talo que a delimita;^[28]
• tríplex (de tres febras), que se orixinan cando unha rexión de febra simple se nsire no suco maior dunha rexión en hélice ;
• interaccións tetrabucle-receptor: interaccións entre bucles hiperestables de catro nucleótidos (tetrabucles) e estruturas en dúplex ou quasi-dúplex.^[29]

Dobre hélice do ARN

Comparación das estruturas da hélice B do ADN e da hélice A do ARN. O suco maior está modificado.^[30][31]

A hélice que adopta o ARN naqueles casos en que forma un dúplex non é a de tipo B do ADN, senón unha hélice de tipo A, que ten propiedades xeométricas bastante diferentes. O número de pares de bases no paso de rosca da hélice é de 11 (no ADN B son 10). O plano dos pares de bases non é perpendicular ao eixe da hélice, senón que forma un ángulo duns 75° con este.^[32],[33] Isto dá lugar a un desprazamento do eixe da hélice que xa non pasa polo centro do apareamento de bases, senón polo interior do suco maior. Isto induce un aumento do diámetro da hélice que pasa de ter uns 20 Å no ADN B a uns 26 Å na forma A do ARN.^[34] A xeometría dos dous sucos está profundamente afectada: o suco menor faise máis accesible, mentres que o suco maior faise máis profundo e estreito. Isto ten un impacto sobre a maneira na que o ARN dúplex pode interaccionar coas proteínas, porque a estreitura do suco maior é unha barreira á accesibilidade dos ligandos proteicos.^[35].

Fluxo da información xenética

O material xenético das células encóntrase en forma de ADN. Dentro das moléculas de ADN encóntrase a información necesaria para sintetizar as proteínas que utiliza o organismo; pero o ADN non se traduce directamente en proteínas, senón que o fai por intermediación do ARNm.

Nas células eucariotas o ADN encóntrase encerrado no núcleo. A síntese de ADN faise no núcleo, así como tamén a síntese de ARN (tamén en mitocondrias e cloroplastos), pero a síntese de proteínas acontece no citoplasma. O mecanismo polo cal a información se transvasa dende o núcleo celular ao citoplasma é mediante a trascrición do ARN a partir do ADN, a maduración do ARN no núcleo (na que sofre modificacións), o seu transporte ao citoplasma e a tradución de proteínas nos ribosomas do citoplasma a partir de ARN.

Durante este fluxo de información xenética prodúcense apareamentos complementarios de bases entre o ARN e o ADN durante a transcrición, e durante a tradución entre os codóns do ARNm e os anticodóns do ARNt. Entre dous ARNs (ou entre partes apareadas dunha mesma molécula de ARN) os apareamentos normais son A-U, G-C. No caso da transcrición a complementariedade é:

• Uracilo (U) do ARN con Adenina (A) do ADN
• Adenina (A) do ARN con Timina (T) do ADN
• Citosina (C) con Guanina (G) (en ambos)

Síntese

Artigo principal: Transcrición xenética.

A síntese do ARN faise case sempre na natureza a partir dun molde de ADN, catalizada por un encima ARN polimerase, que usa o ADN como molde, nun proceso denominado transcrición. A iniciación da transcrición empeza coa unión do encima á secuencia do promotor presente no ADN (xeralmente "augas arriba" do xene). A dobre hélice do ADN é desenrolada pola actividade de helicase do encima. O encima despois progresa ao longo da febra molde do ADN en dirección 3’-5’, sintetizando unha molécula de ARN complementaria que se elonga en dirección 5’-3’. Unha secuencia de ADN, o terminador, indica onde terá lugar a terminación da síntese de ARN.^[36]

O transcrito primario de ARN xeralmente debe ser ulteriormente modificado por encimas despois da transcrición (ver a seguinte sección).

Existen tamén varias ARN polimerases ARN dependentes que usan o ARN como o seu molde para a síntese dunha nova febra de ARN. Por exemplo, un número de virus de ARN (como os poliovirus) usan este tipo de encima para replicar o seu material xenético.^[37] Ademais, a ARN polimerase ARN dependente forma parte da vía de interferencia de ARN en moitos organismos.^[38]

Maduración

Artigos principais: Procesamento do ARN e Splicing.

Eliminación dos intróns dun pre-ARNm durante o splicing.

A maduración dos ARN comprende un conxunto de modificacións postranscricionais principalmente observadas en eucariotas que son moi importantes para obter un ARN maduro funcional. Estas modificacións sófrenas os diversos tipos de ARN. No caso dos pre-ARNm as principais modificacións son a unión dunha carapucha 5' nun dos extremos e dunha cola poliA (poliadenilación) no 3′, e o splicing ou empalme na parte central, realizado polo espliceosoma, durante o que se eliminan os intróns. Poden introducirse tamén modificacións químicas ao nivel da base ou da ribosa e pode haber unha edición do ARN.

Nas bacterias e en certas mitocondrias, a poliadenilación dos ARN é, ao contrario, un sinal para a degradación.^[39].

Nucléotidos modificados

Despois da súa transcrición poloa ARN polimerase, certos ARN sofren modificacións químicas pola acción de encimas específicos. Os principais ARNs que sofren estas modificacións son os ARNt e os ARNr. Poderíase considerar que as metilacións que se realizan durante a formación da carapucha 5' son tamén modificacións de nucléotidos particulares. As modificacións poden producirse nas bases ou na ribosa. As principais modificacións que se producen son as seguintes:

• na ribosa pode haber 2'-O-metilacións na posición 2′-OH ;
• na base nitroxenada:
  • isomerización das uridinas, que se converten en pseudouridinas;^[40],
  • metilacións, en átomos de carbono (ribotimidina), ou de nitróxeno (7-metilguanosina...);
  • redución, que transforma as uridinas en dihidrouridinas;
  • tiolacións;
  • modificacións máis complexas (prenilación, treonil-carbamoilación...).

Nos ARNt, a introdución de nucleótidos modificados contribúe a aumentar a estabilidade das moléculas^[41].

Edición

Artigo principal: Edición do ARN.

A edición dos ARN consiste nunha modificación da secuencia do ARN posterior á transcrición. Despois da edición a secuencia do ARN é diferente da (que correspondería por complementariedade) do ADN. A edición pode consistir en insercións, delecións, e substitucións de bases de nucleótidos na molécula de ARN. Estas modificacións son efectuadas por encimas que actúan sobre o ARN.

Tipos de ARN

Estrutura do ribozima cabeza de martelo, un ribozima que corta o ARN.

O ARN mensaxeiro (ARNm) é o ARN que leva a información do ADN ao ribosoma, aos sitios de síntese de proteínas (tradución) da célula (ribosomas). A secuencia codificante formada polos codóns do ARNm determina a secuencia de aminoácidos da proteína que se vai producir.^[42] Porén, moitos ARNs non codifican proteínas (un 97% dos ARNs transcritos son ARN non codificante en eucariotas^{[43][44][45][46]}).

Este ARN non codificante ("ARNnc") pode estar directamente codificado polos seus propios xenes (xenes de ARN), pero pode tamén derivar de intróns que formaban parte de ARNms.^[47] Os exemplos máis importantes de ARNs non codficantes son o ARN transferente (ARNt) e o ARN ribosómico (ARNr), que están ambos implicados no proceso de tradución de proteínas.^[2] Hai tamén ARNs non codificantes implicados na regulación xénica, o procesamento do ARN e outros papeis. Certos ARNs poden catalizar reaccións químicas como cortar e ligar outras moléculas de ARN,^[48] e catalizar a formación de enlaces peptídicos no ribosoma,^[5] o que é unha actividade similar á dos encimas proteicos; estes ARN denomínanse ribozimas.

Principais tipos de ARN

• ARN mensaxeiro.
• ARN non codificante

• ARN de transferencia.
• ARN ribosómico.
• ARN nuclear pequeno (snRNA).
• ARN nucleolar pequeno (snoRNA).
• ARN interferente:

• microARN.
• ARN interferente pequeno (siRNA).
• ARN que interacciona con piwi (piRNA).

• ARN transferente-mensaxeiro (en bacterias, mitocondrias e cloroplastos)

Na tradución

O ARN mensaxeiro (ARNm) leva información sobre a secuencia dunha proteína aos ribosomas, que son as fábricas onde se realiza a síntese proteica na célula. O ARNm está codificado de modo que cada tres nucleótidos do ARN (o que se chama codón) corresponda a un aminoácido da proteína. Nas células eucariotas, un ARNm precursor (pre-ARNm) que foi transcrito do ADN, é procesado orixinando un ARNm maduro. Durante esta maduración elimínanse os intróns, que son segmentos non codificantes que están intercalados na molécula do pre-ARNm. Durante a maduración tamén se modifican os dous extremos do ARNm (poliadenilación e adición da carapucha 5'). O ARNm é despois exportado desde o núcleo ao citoplasma, onde se une a un ribosoma e é traducido na súa proteína correspondente coa axuda do ARNt. En células procariotas, que carecen de núcleo, o ARNm pode unirse por un extremo aos ribosomas antes de que acabe a súa transcrición do ADN polo outro extremo. Despois de pasado un tempo a mensaxe (o ARN) degrádase liberando os nucleótidos que o compoñen coa axuda de encimas ribonucleases.^[42]

O ARN de transferencia (ARNt) é unha pequena cadea de ARN duns 80 nucleótidos que transporta un aminoácido específico a unha cadea polipeptídica en crecemento no sitio ribosómico de síntese proteica durante a tradución. Ten unha estrutura con catro brazos (en folla de trevo), que están pregados uns sobre os outros, e ten sitios para a unión do aminoácido e unha rexión anticodón para o recoñecemento do codón do ARN (ambos os dous son complementarios en bases e únense por enlaces de hidróxeno).^[47]

O ARN ribosómico (ARNr) forma parte do ribosoma, xunto con diversas proteínas, e é o compoñente catalítico do ribosoma. Os ribosomas eucariotas conteñen catro ARNrs distintos clasificados polo seu coeficiente de sedimentación (S): ARNr de 18S, 5,8S, 28S e 5S. Tres destes ARNr sintetízanse no nucléolo, e un sintetízase noutras partes do núcleo. No citoplasma o ARNr e diversas proteínas combínanse para formar dous complexos ribonucleoproteicos que son as dúas subunidades do ribosoma, que se unen formando un ribosoma funcional. O ribosoma únese ao ARNm e leva a cabo a síntese de proteínas. Poden unirse varios ribosomas á vez a unha soa molécula de ARNm, formando un polisoma.^[42] A gran maioría do ARN que se encontra nunha célula eucariota típica é ARNr.

En moitas bacterias e plastos atópase un ARN especial chamado ARN transferente-mensaxeiro (ARNtm). Este ARN etiqueta as proteínas codificadas por ARNms que carecen de codóns de parada para que sexan degradados e impide que o ribosoma quede atascado.^[49]

ARNs reguladores

Varios tipos de ARN poden regular á baixa a expresión xénica ao ser complementarios dunha parte dun ARNm ou dun xene do ADN. Os microARNs (miARN; de 21-22 nt) atópanse en eucariotas e actúan por medio de interferencia de ARN (RNAi), na que un complexo efector de miARN e encimas poden clivar un ARNm complementario, bloquear a tradución do ARNm, ou acelerar a súa degradación.^[50][51]

Aínda que a miúdo se producen ARNs interferentes pequenos (siRNA; de 20-25 nt) pola degradación do ARN viral, hai tamén fontes endóxenas destes siRNAs, que son producidos de forma natural normal pola célula.^[52][53] Os ARN interferentes pequenos actúan por medio de interferencia de ARN dun modo similar aos miARNs. Algúns miARNs e siRNAs poden causar que os seus xenes diana sexan metilados, facendo que así diminúa ou aumente a transcrición de ditos xenes.^[54][55][56] Os animais teñen tamén ARNs que interaccionan con piwi (piRNA; de 29-30 nt) que son activos nas células da liña xerminal e crese que son unha defensa contra os transposóns e xogan un papel na gametoxénese.^[57][58]

Moitos procariotas teñen ARNs CRISPR, un sistema regulatorio similar á interferencia de ARN.^[59] Os ARNs antisentido están moi estendidos; a maioría regulan á baixa un xene, pero uns poucos son activadores da transcrición.^[60] Un modo en que poden actuar os ARN antisentido é mediante a súa unión ao ARNm, formando un ARN de dobre cadea, que é degradado encimaticamente.^[61] Hai moitos ARNs non codificantes longos que regulan xenes en eucariotas,^[62] un deles é Xist, que recobre un dos cromosomas X nas femias de mamífero e o inactiva.^[63]

Un ARNm pode conter na propia molécula elementos regulatorios, como riboswitches, nas súas rexións non traducidas 5'UTR ou 3'UTR; estes elementos cis reguladores regulan a actividade do ARNm.^[64] As rexións non traducidas (UTR) poden conter tamén elementos que regulan outros xenes.^[65]

Procesamento do ARN

Artigo principal: Procesamento do ARN.

Unha modificación común no ARN é o cambio de uridina a pseudouridina.

Moitos ARNs teñen a función de modificar outros ARNs. Os ARNm eucariotas teñen intróns antes da súa maduración. Os intróns son eliminados por splicing dos pre-ARNm polos espliceosomas, que conteñen varios ARNs nucleares pequenos (snRNA),^[2] ou outras veces os intróns poden ser ribozimas que realizan o splicing eles mesmos.^[66] O ARN pode tamén ser alterado modificando os seus nucleótidos a outros distintos dos habituais A, C, G e U. En eucariotas, as modificacións dos nucleótidos do ARN son en xeral dirixidas por ARNs nucleolares pequenos (snoRNA; 60-300 nt),^[47] que se encontran no nucléolo e nos corpos de Cajal. Os ARNs nucleolares pequenos asócianse con encimas e guíanos a un lugar no ARN e únense por apareamento de bases con el. Estes encimas despois realizan a modificación do nucleótido. Os ARN ribosómicos e ARN transferentes son amplamente modificados, pero os ARN nucleares pequenos e os ARN mensaxeiros poden tamén sufrir este tipo de modificación de bases.^[67][68] O ARN tamén pode ser metilado.^[69][70]

Outros ARNs guías

Mencionamos no apartado anterior que varios tipos de ARN que interveñen no splicing ou na interferencia poden guiar moléculas a zonas do ADN ou doutros ARNs específicas coas que son complementarios. Ademais dos mencionados, nesta función de guía están tamén:

• TERC (compoñente de ARN da telomerase), que é a subunidade de ARN do encima telomerase: este ARN estruturado está asociado ao encima de tipo transcriptase inversa que sintetiza os telómeros (extremos dos cromosomas). Contén unha secuencia que serve de substrato á telomerase para sintetizar o ADN telomérico de secuencia complementaria.^[71]. Por tanto, guía a actividade do encima, e ademais serve de molde (en lugar de aparearse co substrato).
• lincARN, que son grandes ARNs interxénicos non codificantes presentes nos mamíferos, que son transcritos (igual que o ARNm) pola ARN polimerase II. A súa gran lonxitude permítelles adoptar unha estrutura tridimensional complexa. Estas estruturas permiten a súa interacción con diferentes cofactores transcricionais como o hnRNP-K ou o PRC2 (principalmente inhibidores da transcrición). Estes complexos son despois guiados grazas aos lincARN ás secuencias reguladoras dos xenes para inhibir a súa expresión. A ligazón dos lincARN co ADN implica un apareamento de bases ARN-ADN despois de que se abra a dobre hélice do ADN.^[72].

ARNs catalíticos (ribozimas)

Artigo principal: Ribozima.

Estrutura da ribonuclease P, un encima presente en todas as células vivas cuxa actividade encimática depende dun ARN.

Desde a década de 1980 sábese que o ARN pode ter capacidades encimáticas. Os primeiro descubríronos Thomas Cech e Sidney Altman estudando o protozoo Tetrahymena (que ten un intrón con autosplicing) e a ribonuclease P (que intervén na maduración do ARNt), respectivamente, polo que foron recompensados co premio Nobel de Química de 1989.^[73][74]

Nestes dous casos o ARN por si só pode catalizar unha reacción de clivaxe (corte) ou de transesterificación específica en ausencia de proteína, do mesmo modo que o faría un encima proteico. Estes ARNs catalíticos denomínanse ribozimas. En xeral, a actividade dos ribozimas depende da súa estrutura tridimensional específica, mediante a cal poden recoñecer o substrato e catalizar a reacción nunha zona da molécula.

Estrutura do ribozima cabeza de martelo presente no xenoma dun viroide que infecta á planta do aguacate.

Posteriormente descubríronse outros ribozimas naturais, como: ribozimas de viroides e virus satélites (autoclivaxe),^[75] o ribosoma (na súa actividade de peptidil-transferase e de descodificación, que ocorren en zonas formadas só por ARN),^[76] o espliceosoma (cataliza o splicing do ARNm porque ten actividade riboenzimática),^[77] certos riboswitches (rexións dos ARNm con capacidade de cortar moléculas en presenza dun ligando),^[78], e mesmo hai ribozimas sintéticos (obtidos pola técnica SELEX, chamados aptámeros, que poden realizar unha reacción determinada desexada).^[79]

Xenomas de ARN

Igual que fai o ADN, o ARN tamén pode almacenar información xenética. Os virus de ARN teñen xenomas compostos de ARN que codifica varias proteínas. Algunhas destas proteínas replican o xenoma viral, mentres que outras protexen o xenoma (cunha cápside) cando a partícula vírica se move dunha célula hóspede a outra. Os viroides son outro grupo de patóxenos de plantas parecidos a virus, pero que consisten só en ARN (carecen de cápside proteica), que non codifican ningunha proteína e son replicados por unha polimerase da célula hóspede da planta.^[80]

Reversotranscrición

Os virus con reversotranscrición replican os seus xenomas producindo copias de ADN reversotranscribindo o seu xenoma de ARN; estas copias de ADN son despois transcritas a un novo ARN. Os retrotransposóns tamén se espallan ao copiaren ADN e ARN un do outro,^[81] e a telomerase contén un ARN que se utiliza como molde para construír os extremos dos cromosomas eucariotas.^[82]

ARN bicatenario en virus

Os ARN bicatenarios (dsRNA) son ARNs con dúas febras complementarias, similares ao ADN que se encontra en todas as células. Os ARNs bicatenarios forman o material xenético dalgúns virus (virus de ARN bicatenario). O ARN bicatenario como o de certos ARNs virais ou o ARN interferente pequeno poden desencadear a interferencia de ARN en eucariotas, e a resposta ao interferón en vertebrados.^{[83][84][85][86]}

Usos terapéuticos e biotecnolóxicos

O ARN é utilizado hoxe nun certo número de aplicacións en bioloxía molecular, en especial grazas ao proceso da interferencia de ARN, que consiste na introdución nas células eucariotas de curtos fragmentos de ARN bicatenario de ARN interferente pequeno, dunha lonxitude duns 20 pares de bases. Estes ARNs van ser utilizados por unha maquinaria celular que pode degradar os ARNm de maneira específica. Só serán degradados os ARNm que conteñan unha secuencia correspondente á do ARN interferente pequeno, o que fai diminuír selectivamente a expresión dunha determinada proteína (a codificada no ARNm).^[87]. Este enfoque tecnolóxico é máis simple e rápido que o establecemento de liñas de ratos con xenes inactivados (knock-out) e denomínase knock-down.

Prevese o uso desta técnica con fins terapéuticos, por exemplo dirixíndo os ARNs contra os xenes virais para loitar contra as infeccións, ou os oncoxenes, no caso de cancros.^[88]. Porén, cómpre que estes ARN interferentes pequenos sexan estabilizados para evitar a súa degradación polas ribonucleases e dirixir a súa acción contra as células diana concernidas.

Historia

Á esquerda, Robert W. Holley xunto co seu equipo de investigación.

A investigación sobre o ARN levou a facer moitos importantes descubrimentos biolóxicos e mereceu varios premios Nobel. Os ácidos nucleicos foron descubertos en 1868 por Friedrich Miescher, que chamou a este material "nucleína", xa que o atopou no núcleo celular.^[89] Descubriuse despois que as células procariotas, que carecen de núcleo, tamén contiñan ácidos nucleicos. Sospeitábase que o ARN xogaba un papel na síntese de proteínas xa en 1939.^[90] Severo Ochoa gañou en 1959 o Premio Nobel de Medicina (compartido con Arthur Kornberg) polo seu descubrimento dun encima que pode sintetizar ARN no laboratorio.^[91] Porén, o encima descuberto por Ochoa (a polinucleótido fosforilase) viuse máis tarde que era responsable da degradación do ARN nas células, e non da súa síntese. En 1956 Alex Rich e David Davies hibridaron dúas febras separadas de ARN para formar o primeiro cristal obtido de ARN cuxa estrutura podía determinarse por cristalografía de raios X.^[92]

En 1965, Robert W. Holley obtivo a secuencia de 77 nucleótidos dun ARNt de lévedo,^[93] polo que recibiu en 1968 o Premio Nobel de Medicina (compartido con Har Gobind Khorana e Marshall Nirenberg). En 1967, Carl Woese hipotetizou que o ARN podería ser catalítico e suxeriu que as formas de vida máis primordiais da Terra primitiva (moléculas autorreplicantes) poderían depender do ARN tanto para almacenar a información xenética coma para catalizar reaccións bioquímicas, o que se chama hipótese do mundo de ARN.^[94][95]

A inicios da década de 1970, descubríronse os retrovirus e a transcriptase inversa, demostrando por primeira vez que os encimas podían facer copias de ADN a partir dun molde de ARN (o contrario do fluxo de transmisión da información xenética normal). Por estes traballos, David Baltimore, Renato Dulbecco e Howard Temin recibiron o Premio Nobel en 1975. En 1976, Walter Fiers e o seu equipo determinaron a primeira secuencia nucleotídica completa dun xenoma de virus de ARN, que era o do bacteriófago MS2.^[96]

En 1977, descubríronse os intróns e o splicing de ARN en virus de mamíferos e en xenes celulares, o que supuxo que en 1993 Philip Sharp e Richard Roberts fosen galardoados co Premio Nobel. As moléculas de ARN catalíticas (ribozimas) foron descubertas a inicios da década de 1980, polo cal recibiron o Premio Nobel de 1989 Thomas Cech e Sidney Altman. En 1990, descubriuse que en Petunia xenes introducidos podían silenciar xenes similares da propia planta, o que hoxe sabemos se debía a interferencia de ARN.^[97][98]

A aproximadamente o mesmo tempo, atopáronse uns ARNs de 22 nt de longo, hoxe chamados microARNs, que tiñan un papel no desenvolvemento de Caenorhabditis elegans.^[99] Os estudos sobre a interferencia de ARN supuxeron o Premio Nobel para Andrew Fire e Craig Mello en 2006, e concedeuse outro Nobel polos estudos sobre transcrición do ARN a Roger Kornberg no mesmo ano. O descubrimento de ARNs reguladores de xenes levou a intentar desenvolver fármacos feitos de ARN, como os derivados de certos ARN interferentes pequenos, para silenciar xenes.^[100]

Evolución

En marzo de 2015, obtivéronse no laboratorio compostos orgánicos que forman parte do ADN e ARN básicos para a vida, como o uracilo, citosina e timina, en condicións que simulaban as do espazo exterior, usando compostos de partida como pirimidina, que se encontrou en meteoritos. A pirimidina, igual que os hidrocarburos aromáticos policíclicos, os compostos máis ricos en carbono atopados no Universo, puideron formarse nas estrelas xigantes vermellas ou no po cósmico interestelar e nubes de gas.^[101]

A hipótese do mundo de ARN é unha hipótese segundo a cal o ARN sería a primeira molécula que apareceu na Terra con capacidade de almacenar información xenética e ter actividade catalítica, funcións nas que máis tarde se especializarían o ADN e as proteínas. Esta hipótese permite unha explicación da aparición das diferentes funcións biolóxicas no estudo da orixe da vida.

Notas

1. Markham R., Smith J.D. (1952). "The Structure of Ribonucleic Acids 1. Cyclic nucleotides produced by ribonuclease and by alkaline hydrolysis". Biochemical Journal (en inglés) 52 (4): 552–557. PMID 13018277.
2. Berg JM, Tymoczko JL, Stryer L (2002). Biochemistry (5th ed.). WH Freeman and Company. pp. 118–19, 781–808. ISBN 0-7167-4684-0. OCLC 179705944.
3. I. Tinoco and C. Bustamante (1999). "How RNA folds". J. Mol. Biol. 293 (2): 271–281. PMID 10550208. doi:10.1006/jmbi.1999.3001.
4. Higgs PG (2000). "RNA secondary structure: physical and computational aspects". Quarterly Reviews of Biophysics 33 (3): 199–253. PMID 11191843. doi:10.1017/S0033583500003620.
5. Nissen P, Hansen J, Ban N, Moore PB, Steitz TA; Hansen; Ban; Moore; Steitz (2000). "The structural basis of ribosome activity in peptide bond synthesis". Science 289 (5481): 920–30. Bibcode:2000Sci...289..920N. PMID 10937990. doi:10.1126/science.289.5481.920.
6. Lee JC, Gutell RR; Gutell (2004). "Diversity of base-pair conformations and their occurrence in rRNA structure and RNA structural motifs". J. Mol. Biol. 344 (5): 1225–49. PMID 15561141. doi:10.1016/j.jmb.2004.09.072.
7. Barciszewski J, Frederic B, Clark C (1999). RNA biochemistry and biotechnology. Springer. pp. 73–87. ISBN 0-7923-5862-7. OCLC 52403776.
8. Salazar M, Fedoroff OY, Miller JM, Ribeiro NS, Reid BR; Fedoroff; Miller; Ribeiro; Reid (1992). "The DNA strand in DNAoRNA hybrid duplexes is neither B-form nor A-form in solution". Biochemistry 32 (16): 4207–15. PMID 7682844. doi:10.1021/bi00067a007.
9. Hermann T, Patel DJ; Patel (2000). "RNA bulges as architectural and recognition motifs". Structure 8 (3): R47–R54. PMID 10745015. doi:10.1016/S0969-2126(00)00110-6.
10. Mikkola S, Nurmi K, Yousefi-Salakdeh E, Strömberg R, Lönnberg H; Stenman; Nurmi; Yousefi-Salakdeh; Strömberg; Lönnberg (1999). "The mechanism of the metal ion promoted cleavage of RNA phosphodiester bonds involves a general acid catalysis by the metal aquo ion on the departure of the leaving group". Perkin transactions 2 (8): 1619–26. doi:10.1039/a903691a.
11. Jankowski JAZ, Polak JM (1996). Clinical gene analysis and manipulation: Tools, techniques and troubleshooting. Cambridge University Press. p. 14. ISBN 0-521-47896-0. OCLC 33838261.
12. Yu Q, Morrow CD; Morrow (2001). "Identification of critical elements in the tRNA acceptor stem and TΨC loop necessary for human immunodeficiency virus type 1 infectivity". J Virol. 75 (10): 4902–6. PMC 114245. PMID 11312362. doi:10.1128/JVI.75.10.4902-4906.2001.
13. Elliott MS, Trewyn RW; Trewyn (1983). "Inosine biosynthesis in transfer RNA by an enzymatic insertion of hypoxanthine". J. Biol. Chem. 259 (4): 2407–10. PMID 6365911.
14. Cantara, WA; Crain, PF; Rozenski, J; McCloskey, JA; Harris, KA; Zhang, X; Vendeix, FA; Fabris, D; Agris, PF (January 2011). "The RNA Modification Database, RNAMDB: 2011 update". Nucleic Acids Research 39 (Database issue): D195–201. PMC 3013656. PMID 21071406. doi:10.1093/nar/gkq1028.
15. Söll D, RajBhandary U (1995). TRNA: Structure, biosynthesis, and function. ASM Press. p. 165. ISBN 1-55581-073-X. OCLC 183036381.
16. Kiss T (2001). "Small nucleolar RNA-guided post-transcriptional modification of cellular RNAs". The EMBO Journal 20 (14): 3617–22. PMC 125535. PMID 11447102. doi:10.1093/emboj/20.14.3617.
17. King TH, Liu B, McCully RR, Fournier MJ; Liu; McCully; Fournier (2002). "Ribosome structure and activity are altered in cells lacking snoRNPs that form pseudouridines in the peptidyl transferase center". Molecular Cell 11 (2): 425–35. PMID 12620230. doi:10.1016/S1097-2765(03)00040-6.
18. M. Sudaralingam (1969). "Stereochemistry of nucleic acids and their constituents. IV. Allowed and preferred conformations of nucleosides, nucleoside mono-, di-, tri-, tetraphosphates, nucleic acids and polynucleotides". Biopolymers (en inglés) 7 (6): 821–860. doi:10.1002/bip.1969.360070602. (require subscrición (?)).
19. R. Langridge, P.J. Gomatos (1963). "The Structure of RNA. Reovirus RNA and transfer RNA have similar three-dimensional structures, which differ from DNA.". Science (en inglés) 141 (4): 694–698. PMID 13928677.
20. Vater A, Klussmann S (January 2015). "Turning mirror-image oligonucleotides into drugs: the evolution of Spiegelmer therapeutics". Drug Discovery Today 20 (1): 147–155. PMID 25236655. doi:10.1016/j.drudis.2014.09.004.
21. P. Doty, H. Boedtker, J.R. Fresco, R. Haselkorn, M. Litt (1959). "Secondary Structure in Ribonucleic Acids". Proceedings of the National Academy of Sciences (en inglés) 45 (4): 482–499. PMID 16590404.
22. Dardel F., Képès F. (2002). Editions de l'École Polytechnique, ed. Bioinformatique : génomique et post-génomique. pp. 153–180. ISBN 978-2730209274.
23. A.M. Michelson (1958). "Hyperchromicity and nucleic acids.". Nature (en inglés) 182 (4648): 1502–1503. PMID 13613306.
24. Mathews DH, Disney MD, Childs JL, Schroeder SJ, Zuker M, Turner DH; Disney; Childs; Schroeder; Zuker; Turner (2004). "Incorporating chemical modification constraints into a dynamic programming algorithm for prediction of RNA secondary structure". Proc. Natl. Acad. Sci. USA 101 (19): 7287–92. Bibcode:2004PNAS..101.7287M. PMC 409911. PMID 15123812. doi:10.1073/pnas.0401799101.
25. Tan ZJ, Chen SJ; Chen (2008). "Salt dependence of nucleic acid hairpin stability". Biophys. J. 95 (2): 738–52. Bibcode:2008BpJ....95..738T. PMC 2440479. PMID 18424500. doi:10.1529/biophysj.108.131524.
26. K. Hoogsteen (1963). "The crystal and molecular structure of a hydrogen-bonded complex between 1-methylthymine and 9-methyladenine.". Acta Crystallographica Section A: Foundations of Crystallography (en inglés) 16: 907–916. doi:10.1107/S0365110X63002437.
27. H.A. Heus, A. Pardi (1991). "Structural features that give rise to the unusual stability of RNA hairpins containing GNRA loops.". Science (en inglés) 253 (5016): 191–194. PMID 1712983.
28. Staple D.W., Butcher S.E. (2005). "Pseudoknots: RNA Structures with Diverse Functions.". PLoS Biology (en inglés) 3 (6): e213. PMID 15941360. Arquivado dende o orixinal o 24 de setembro de 2019. Consultado o 03 de abril de 2015. Arquivado 24 de setembro de 2019 en Wayback Machine.
29. Costa M., Michel F. (1995). "Frequent use of the same tertiary motif by self-folding RNAs". EMBO Journal (en inglés) 14: 1276–1285. PMID 7720718.
30. H.R. Drew, R.M. Wing, T. Tanako, C Broka, S Tanaka, K Itakura, R.E. Dickerson (1981). "Structure of a B-DNA dodecamer: conformation and dynamics.". Proc. Natl. Acad. Sci. USA (en inglés) 78 (4): 2179–2183. PMID 6941276.
31. Peter S. Klosterman, Sapan A., Shah Thomas A., Steitz (1999). "Crystal structures of two plasmid copy control related RNA duplexes: An 18 base pair duplex at 1.20 A resolution and a 19 base pair duplex at 1.55 A resolution.". Biochemistry (en inglés) 38 (45): 14784–14792. PMID 10555960. doi:10.1021/bi9912793.
32. J.M. Rosenberg, N.C. Seeman, J.J. Kim, F.L. Suddath, H.B. Nicholas, A. Rich (1973). "Double helix at atomic resolution.". Nature (en inglés) 243 (5403): 150–154. PMID 4706285. Consultado o 6 de novembro de 2009.
33. R.O. Day, N.C. Seeman, J.M. Rosenberg, A. Rich (1973). "A Crystalline Fragment of the Double Helix: The Structure of the Dinucleoside Phosphate Guanylyl-3',5'-Cytidine.". Proc. Natl. Acad. Sci. USA (en inglés) 70 (3): 849–853. JSTOR 62373. PMID 4514996.
34. Alexander Rich, David R. Davies (1956). "A new two stranded helical structure: Polyadenylic acid and polyuridylic acid". J. Am. Chem. Soc. (en inglés) 78 (14): 3548–3549. doi:10.1021/ja01595a086.
35. D.E. Draper (1995). "Protein-RNA recognition". Annu. Rev. Biochem. (en inglés) 64: 593–620. PMID 7574494.
36. Nudler E, Gottesman ME; Gottesman (2002). "Transcription termination and anti-termination in E. coli". Genes to Cells 7 (8): 755–68. PMID 12167155. doi:10.1046/j.1365-2443.2002.00563.x.
37. Jeffrey L Hansen, Alexander M Long, Steve C Schultz; Long; Schultz (1997). "Structure of the RNA-dependent RNA polymerase of poliovirus". Structure 5 (8): 1109–22. PMID 9309225. doi:10.1016/S0969-2126(97)00261-X.
38. Ahlquist P (2002). "RNA-Dependent RNA Polymerases, Viruses, and RNA Silencing". Science 296 (5571): 1270–73. Bibcode:2002Sci...296.1270A. PMID 12016304. doi:10.1126/science.1069132.
39. Dreyfus M., Régnier P. (2002). "The poly(A) tail of mRNAs: bodyguard in eukaryotes, scavenger in bacteria". Cell (en inglés) 111: 611–613. PMID 12464173.
40. Cohn W.E. (1960). "Pseudouridine, a carbon-carbon linked ribonucleoside in ribonucleic acids: isolation, structure, and chemical characteristics" (PDF). J. Biol. Chem. (en inglés) 235: 1488–1498. PMID 13811056. Arquivado dende o orixinal (PDF) o 24 de setembro de 2019. Consultado o 03 de abril de 2015. Arquivado 24 de setembro de 2019 en Wayback Machine.
41. Kowalak J.A., Dalluge J.J., McCloskey J.A., Stetter K.O. (1994). "The role of posttranscriptional modification in stabilization of transfer RNA from hyperthermophiles.". Biochemistry (en inglés) 28: 7869–7876. PMID 7516708.
42. Cooper GC, Hausman RE (2004). The Cell: A Molecular Approach (3rd ed.). Sinauer. pp. 261–76, 297, 339–44. ISBN 0-87893-214-3. OCLC 174924833.
43. Mattick JS, Gagen MJ; Gagen (1 September 2001). "The evolution of controlled multitasked gene networks: the role of introns and other noncoding RNAs in the development of complex organisms". Mol. Biol. Evol. 18 (9): 1611–30. PMID 11504843. doi:10.1093/oxfordjournals.molbev.a003951.
44. Mattick, JS (2001). "Noncoding RNAs: the architects of eukaryotic complexity". EMBO Reports 2 (11): 986–91. PMC 1084129. PMID 11713189. doi:10.1093/embo-reports/kve230.
45. Mattick JS (October 2003). "Challenging the dogma: the hidden layer of non-protein-coding RNAs in complex organisms" (PDF). BioEssays : News and Reviews in Molecular, Cellular and Developmental Biology 25 (10): 930–9. PMID 14505360. doi:10.1002/bies.10332. Arquivado dende o orixinal (PDF) o 06 de marzo de 2009. Consultado o 19 de marzo de 2015. Arquivado 06 de marzo de 2009 en Wayback Machine.
46. Mattick JS (October 2004). "The hidden genetic program of complex organisms". Scientific American 291 (4): 60–7. PMID 15487671. doi:10.1038/scientificamerican1004-60.
47. Wirta W (2006). Mining the transcriptome – methods and applications. Stockholm: School of Biotechnology, Royal Institute of Technology. ISBN 91-7178-436-5. OCLC 185406288.
48. Rossi JJ (2004). "Ribozyme diagnostics comes of age". Chemistry & Biology 11 (7): 894–95. PMID 15271347. doi:10.1016/j.chembiol.2004.07.002.
49. Gueneau de Novoa P, Williams KP; Williams (2004). "The tmRNA website: reductive evolution of tmRNA in plastids and other endosymbionts". Nucleic Acids Res. 32 (Database issue): D104–8. PMC 308836. PMID 14681369. doi:10.1093/nar/gkh102.
50. Wu L, Belasco JG; Belasco (January 2008). "Let me count the ways: mechanisms of gene regulation by miRNAs and siRNAs". Mol. Cell 29 (1): 1–7. PMID 18206964. doi:10.1016/j.molcel.2007.12.010.
51. Matzke MA, Matzke AJM; Matzke (2004). "Planting the seeds of a new paradigm". PLoS Biology 2 (5): e133. PMC 406394. PMID 15138502. doi:10.1371/journal.pbio.0020133.
52. Vazquez F, Vaucheret H, Rajagopalan R, Lepers C, Gasciolli V, Mallory AC, Hilbert J, Bartel DP, Crété P; Vaucheret; Rajagopalan; Lepers; Gasciolli; Mallory; Hilbert; Bartel; Crété (2004). "Endogenous trans-acting siRNAs regulate the accumulation of Arabidopsis mRNAs". Molecular Cell 16 (1): 69–79. PMID 15469823. doi:10.1016/j.molcel.2004.09.028.
53. Watanabe T; Totoki Y; Toyoda A; et al. (May 2008). "Endogenous siRNAs from naturally formed dsRNAs regulate transcripts in mouse oocytes". Nature 453 (7194): 539–43. Bibcode:2008Natur.453..539W. PMID 18404146. doi:10.1038/nature06908.
54. Sontheimer EJ, Carthew RW; Carthew (July 2005). "Silence from within: endogenous siRNAs and miRNAs". Cell 122 (1): 9–12. PMID 16009127. doi:10.1016/j.cell.2005.06.030.
55. Doran G (2007). "RNAi – Is one suffix sufficient?". Journal of RNAi and Gene Silencing 3 (1): 217–19. Arquivado dende o orixinal o 16 de xullo de 2007. Consultado o 19 de marzo de 2015. Arquivado 16 de xullo de 2007 en Wayback Machine.
56. Pushparaj PN, Aarthi JJ, Kumar SD, Manikandan J; Aarthi; Kumar; Manikandan (2008). "RNAi and RNAa — The Yin and Yang of RNAome". Bioinformation 2 (6): 235–7. PMC 2258431. PMID 18317570. doi:10.6026/97320630002235.
57. Horwich MD, Li C Matranga C, Vagin V, Farley G, Wang P, Zamore PD; Li; Matranga; Vagin; Farley; Wang; Zamore (2007). "The Drosophila RNA methyltransferase, DmHen1, modifies germline piRNAs and single-stranded siRNAs in RISC". Current Biology 17 (14): 1265–72. PMID 17604629. doi:10.1016/j.cub.2007.06.030.
58. Girard A, Sachidanandam R, Hannon GJ, Carmell MA; Sachidanandam; Hannon; Carmell (2006). "A germline-specific class of small RNAs binds mammalian Piwi proteins". Nature 442 (7099): 199–202. Bibcode:2006Natur.442..199G. PMID 16751776. doi:10.1038/nature04917.
59. Horvath P, Barrangou R; Barrangou (2010). "CRISPR/Cas, the Immune System of Bacteria and Archaea". Science 327 (5962): 167–70. Bibcode:2010Sci...327..167H. PMID 20056882. doi:10.1126/science.1179555.
60. Wagner EG, Altuvia S, Romby P; Altuvia; Romby (2002). "Antisense RNAs in bacteria and their genetic elements". Adv Genet. Advances in Genetics 46: 361–98. ISBN 9780120176465. PMID 11931231. doi:10.1016/S0065-2660(02)46013-0.
61. Gilbert SF (2003). Developmental Biology (7th ed.). Sinauer. pp. 101–3. ISBN 0-87893-258-5. OL 8127135M.
62. Amaral PP, Mattick JS; Mattick (October 2008). "Noncoding RNA in development". Mammalian genome : official journal of the International Mammalian Genome Society 19 (7–8): 454–92. PMID 18839252. doi:10.1007/s00335-008-9136-7.
63. Heard E, Mongelard F, Arnaud D, Chureau C, Vourc'h C, Avner P; Mongelard; Arnaud; Chureau; Vourc'h; Avner (1999). "Human XIST yeast artificial chromosome transgenes show partial X inactivation center function in mouse embryonic stem cells". Proc. Natl. Acad. Sci. USA 96 (12): 6841–46. Bibcode:1999PNAS...96.6841H. PMC 22003. PMID 10359800. doi:10.1073/pnas.96.12.6841.
64. Batey RT (2006). "Structures of regulatory elements in mRNAs". Curr. Opin. Struct. Biol. 16 (3): 299–306. PMID 16707260. doi:10.1016/j.sbi.2006.05.001.
65. Scotto L, Assoian RK; Assoian (June 1993). "A GC-rich domain with bifunctional effects on mRNA and protein levels: implications for control of transforming growth factor beta 1 expression". Mol. Cell. Biol. 13 (6): 3588–97. PMC 359828. PMID 8497272. Arquivado dende o orixinal o 24 de setembro de 2019. Consultado o 19 de marzo de 2015.
66. Steitz TA, Steitz JA; Steitz (1993). "A general two-metal-ion mechanism for catalytic RNA". Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 90 (14): 6498–502. Bibcode:1993PNAS...90.6498S. PMC 46959. PMID 8341661. doi:10.1073/pnas.90.14.6498.
67. Xie J, Zhang M, Zhou T, Hua X, Tang L, Wu W; Zhang; Zhou; Hua; Tang; Wu (2007). "Sno/scaRNAbase: a curated database for small nucleolar RNAs and cajal body-specific RNAs". Nucleic Acids Res. 35 (Database issue): D183–7. PMC 1669756. PMID 17099227. doi:10.1093/nar/gkl873.
68. Omer AD, Ziesche S, Decatur WA, Fournier MJ, Dennis PP; Ziesche; Decatur; Fournier; Dennis (2003). "RNA-modifying machines in archaea". Molecular Microbiology 48 (3): 617–29. PMID 12694609. doi:10.1046/j.1365-2958.2003.03483.x.
69. Cavaillé J, Nicoloso M, Bachellerie JP; Nicoloso; Bachellerie (1996). "Targeted ribose methylation of RNA in vivo directed by tailored antisense RNA guides". Nature 383 (6602): 732–5. Bibcode:1996Natur.383..732C. PMID 8878486. doi:10.1038/383732a0.
70. Kiss-László Z, Henry Y, Bachellerie JP, Caizergues-Ferrer M, Kiss T; Henry; Bachellerie; Caizergues-Ferrer; Kiss (1996). "Site-specific ribose methylation of preribosomal RNA: a novel function for small nucleolar RNAs". Cell 85 (7): 1077–88. PMID 8674114. doi:10.1016/S0092-8674(00)81308-2.
71. Shippen-Lentz D., Blackburn E.H. (1990). "Functional evidence for an RNA template in telomerase.". Science (en inglés) 247: 546–552. PMID 1689074.
72. Huarte M., Jacks T., Rinn J.L. (2010). "A Large Intergenic Noncoding RNA Induced by p53 Mediates Global Gene Repression in the p53 Response". Cell (en inglés) 142: 409–419. PMID 20673990.
73. Kruger K., Grabowski P.J., Zaug A.J., Sands J., Gottschling D.E., Cech T.R. (1982). "Self-splicing RNA: autoexcision and autocyclization of the ribosomal RNA intervening sequence of Tetrahymena.". Cell (en inglés) 31: 147–157. PMID 6297745.
74. Guerrier-Takada C., Gardiner K., Marsh T., Pace N., Altman S. (1983). "The RNA moiety of ribonuclease P is the catalytic subunit of the enzyme.". Cell (en inglés) 35: 849–857. PMID 6197186.
75. Forster A.C., Davies C., Hutchins C.J., Symons R.H. (1990). "Characterization of self-cleavage of viroid and virusoid RNAs.". Methods in Enzymology (en inglés) 181: 583–607. PMID 2199768.
76. Cech T.R. (2000). "Structural biology. The ribosome is a ribozyme.". Science (en inglés) 289: 878–879. PMID 10960319.
77. S. Valadkhan, A. Mohammadi, Y. Jaladat et S. Geisler. Protein-free small nuclear RNAs catalyze a two-step splicing reaction. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, vol. 106,‎ 2009, p. 11901-11906. PMID 19549866
78. Barrick J.E., Corbino K.A., Winkler W.C., Nahvi A., Mandal M., Collins J., Lee M., Roth A., Sudarsan N., Jona I., Wickiser J.K., Breaker R.R. (2004). "New RNA motifs suggest an expanded scope for riboswitches in bacterial genetic control.". Proc. Natl. Acad. Sci. USA (en inglés) 101: 6421–6426. PMID 15096624.
79. Ellington A.D., Szostak J.W. (1990). "In vitro selection of RNA molecules that bind specific ligands.". Nature (en inglés) 346: 818–822. PMID 1697402.
    Tuerk C., Gold L. (1990). "Systematic evolution of ligands by exponential enrichment: RNA ligands to bacteriophage T4 DNA polymerase.". Science (en inglés) 249: 505–510. PMID 2200121.
80. Daròs JA, Elena SF, Flores R; Elena; Flores (2006). "Viroids: an Ariadne's thread into the RNA labyrinth". EMBO Rep. 7 (6): 593–8. PMC 1479586. PMID 16741503. doi:10.1038/sj.embor.7400706.
81. Kalendar R, Vicient CM, Peleg O, Anamthawat-Jonsson K, Bolshoy A, Schulman AH; Vicient; Peleg; Anamthawat-Jonsson; Bolshoy; Schulman (2004). "Large retrotransposon derivatives: abundant, conserved but nonautonomous retroelements of barley and related genomes". Genetics 166 (3): 1437–50. PMC 1470764. PMID 15082561. doi:10.1534/genetics.166.3.1437.
82. Podlevsky JD, Bley CJ, Omana RV, Qi X, Chen JJ; Bley; Omana; Qi; Chen (2008). "The telomerase database". Nucleic Acids Res. 36 (Database issue): D339–43. PMC 2238860. PMID 18073191. doi:10.1093/nar/gkm700.
83. Blevins, T.; Rajeswaran, R.; Shivaprasad, PV.; Beknazariants, D.; Si-Ammour, A.; Park, HS.; Vazquez, F.; Robertson, D.; Meins, F. (2006). "Four plant Dicers mediate viral small RNA biogenesis and DNA virus induced silencing.". Nucleic Acids Res 34 (21): 6233–46. PMID 17090584. doi:10.1093/nar/gkl886.
84. Jana S, Chakraborty C, Nandi S, Deb JK; Chakraborty; Nandi; Deb (2004). "RNA interference: potential therapeutic targets". Appl. Microbiol. Biotechnol. 65 (6): 649–57. PMID 15372214. doi:10.1007/s00253-004-1732-1.
85. Schultz U, Kaspers B, Staeheli P; Kaspers; Staeheli (2004). "The interferon system of non-mammalian vertebrates". Dev. Comp. Immunol. 28 (5): 499–508. PMID 15062646. doi:10.1016/j.dci.2003.09.009.
86. Whitehead, K. A.; Dahlman, J. E.; Langer, R. S.; Anderson, D. G. (2011). "Silencing or Stimulation? SiRNA Delivery and the Immune System". Annual Review of Chemical and Biomolecular Engineering 2: 77–96. doi:10.1146/annurev-chembioeng-061010-114133. PMID 22432611.
87. Fire A., Xu S., Montgomery M., Kostas S., Driver S., Mello C. (1998). "Potent and specific genetic interference by double-stranded RNA in Caenorhabditis elegans.". Nature (en inglés) 391: 806–811.
88. Hélène Claude (2002). "Les promesses de l'ARN thérapeutique = Genetic interference by RNA.". Le Concours Médical 124: 2550–2552.
89. Dahm R (2005). "Friedrich Miescher and the discovery of DNA". Developmental Biology 278 (2): 274–88. PMID 15680349. doi:10.1016/j.ydbio.2004.11.028.
90. Caspersson T, Schultz J; Schultz (1939). "Pentose nucleotides in the cytoplasm of growing tissues". Nature 143 (3623): 602–3. Bibcode:1939Natur.143..602C. doi:10.1038/143602c0.
91. Ochoa S (1959). "Enzymatic synthesis of ribonucleic acid" (PDF). Nobel Lecture.
92. Rich A, Davies, D; Davies (1956). "A New Two-Stranded Helical Structure: Polyadenylic Acid and Polyuridylic Acid". Journal of the American Chemical Society 78 (14): 3548. doi:10.1021/ja01595a086.
93. Holley RW; et al. (1965). "Structure of a ribonucleic acid". Science 147 (3664): 1462–65. Bibcode:1965Sci...147.1462H. PMID 14263761. doi:10.1126/science.147.3664.1462.
94. Siebert S (2006). "Common sequence structure properties and stable regions in RNA secondary structures" (PDF). Dissertation, Albert-Ludwigs-Universität, Freiburg im Breisgau. p. 1. Arquivado dende o orixinal (PDF) o 09 de marzo de 2012. Consultado o 19 de marzo de 2015.
95. Szathmáry E (1999). "The origin of the genetic code: amino acids as cofactors in an RNA world". Trends Genet. 15 (6): 223–9. PMID 10354582. doi:10.1016/S0168-9525(99)01730-8.
96. Fiers W; et al. (1976). "Complete nucleotide-sequence of bacteriophage MS2-RNA: primary and secondary structure of replicase gene". Nature 260 (5551): 500–7. Bibcode:1976Natur.260..500F. PMID 1264203. doi:10.1038/260500a0.
97. Napoli C, Lemieux C, Jorgensen R; Lemieux; Jorgensen (1990). "Introduction of a chimeric chalcone synthase gene into petunia results in reversible co-suppression of homologous genes in trans". Plant Cell 2 (4): 279–89. PMC 159885. PMID 12354959. doi:10.1105/tpc.2.4.279.
98. Dafny-Yelin M, Chung SM, Frankman EL, Tzfira T; Chung; Frankman; Tzfira (December 2007). "pSAT RNA interference vectors: a modular series for multiple gene down-regulation in plants". Plant Physiol. 145 (4): 1272–81. PMC 2151715. PMID 17766396. doi:10.1104/pp.107.106062.
99. Ruvkun G (2001). "Glimpses of a tiny RNA world". Science 294 (5543): 797–99. PMID 11679654. doi:10.1126/science.1066315.
100. Fichou Y, Férec C; Férec (2006). "The potential of oligonucleotides for therapeutic applications". Trends in Biotechnology 24 (12): 563–70. PMID 17045686. doi:10.1016/j.tibtech.2006.10.003.
101. Marlaire, Ruth (3 March 2015). "NASA Ames Reproduces the Building Blocks of Life in Laboratory". NASA. Arquivado dende o orixinal o 05 de marzo de 2015. Consultado o 5 March 2015.

Véxase tamén

Commons ten máis contidos multimedia sobre:  Ácido ribonucleico

Outros artigos

• ADN
• Hipótese do mundo de ARN

Ligazóns externas

• páxina web do Mundo de ARN con ligazóns sobre estruturas, secuencias, ferramentas, revistas.
• Nucleic Acid Database Imaxes de ADN, ARN e complexos.
• EteRNA un xogo para formar ARN por apareamento de bases.
• Calculadoras de ARN